манк что это в медицине
Приложение 3-1. Инструкция по проведению диагностики COVID-19 с применением методов амплификации нуклеиновых кислот
Инструкция
по проведению диагностики COVID-19 с применением методов амплификации нуклеиновых кислот
Для выявления возбудителя SARS-CoV-2 используются МАНК (без накопления возбудителя), с применением зарегистрированных в установленном порядке на территории Российской Федерации тест-систем, в соответствии с инструкциями по их применению.
Этиологическая диагностика COVID-19 проводится с применением методов амплификации РНК с обратной транскрипцией и флуоресцентной детекцией: методами полимеразной цепной реакции в реальном времени (ОТ ПЦР-РВ) и изотермальной амплификации.
Для выявления COVID-19 исследуются респираторные диагностические материалы, взятые у пациента: мазки из носоглотки и ротоглотки, мокрота, эндотрахеальный аспират, бронхоальвеолярный лаваж и другие виды материала.
Сбор, хранение и транспортировка диагностического материала
Медицинский работник, выполняющий забор диагностического материала, его маркировку и упаковку, должен пройти инструктаж по санитарно-эпидемиологическим требованиям и правилам биологической безопасности при работе с пациентами, потенциально инфицированными микроорганизмами II группы патогенности. Биологический материал (мазки из носоглотки, ротоглотки, фекалии) может быть отобран самостоятельно пациентом согласно инструкции. Медицинский работник должен быть обеспечен СИЗ: респираторы типа FFP2 или их эквивалент, или пневмошлем, обеспечивающий более высокий уровень защиты; очки для защиты глаз или защитный экран; противочумный костюм, одноразовые латексные (резиновые) перчатки; водонепроницаемый фартук.
Для идентификации образцов контейнеры/пробирки маркируются в месте сбора с использованием самоклеящихся этикеток с информацией, обеспечивающей однозначную идентификацию образца и его соответствие направлению.
Транспортировка герметично закрытых контейнеров с образцами в лабораторию осуществляется в специальных контейнерах/биксах. Направления и другая документация на бумажных носителях передается в отдельном полиэтиленовом пакете.
При необходимости пересылки образцов в лабораторию другого медицинского учреждения выполняются требования к пересылке инфекционных материалов II группы патогенности (СП 1.2.036-95 «Порядок учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности»).
Пробирки/контейнеры с образцами вместе с крышкой герметизируют различными пластификаторами (парафин, парафильм и др.); емкость маркируют. Образцы каждого пациента помещают в индивидуальный герметичный пакет с адсорбирующим материалом и дополнительно упаковывают в общий герметичный пакет.
Два или более образца одного пациента могут быть упакованы в один пластиковый пакет. Запрещается упаковывать образцы клинического материала от разных людей в одну упаковку.
Пакет с контейнерами помещают в герметично закрывающийся контейнер для транспортировки биологических материалов. Контейнер помещают в пенопластовый термоконтейнер с охлаждающими термоэлементами. Транспортный контейнер опечатывается и маркируется. В контейнер желательно поместить одноразовый индикатор, контролирующий соблюдение температуры от +2° до +8°С.
Сопроводительные документы помещаются в индивидуальную упаковку отдельно от биологического материала и прочно прикрепляются снаружи контейнера.
Направление на исследование
Направление на лабораторное исследование оформляется в электронном виде (через систему удаленной электронной регистрации, или в виде электронного заказа в программе МИС врачом-клиницистом), или на бумажном носителе.
Направление на лабораторное исследование должно содержать:
— персональные данные пациента, обеспечивающие его однозначную идентификацию;
— наименование направившего биоматериал отделения (организации);
— предварительный диагноз заболевания: «пневмония» или «ОРВИ» или «обследование контактировавших лиц на SARS-CoV-2»;
— указание вида диагностического материала;
— дату и время назначения лабораторного исследования;
— дату и время взятия материала;
— фамилию, имя, отчество (при наличии) и должности врача либо другого уполномоченного представителя, назначившего лабораторное исследование.
— фамилию, имя, отчество (при наличии) медицинского работника, осуществившего забор биоматериала.
При направлении диагностических материалов для исследования в лабораторию другой медицинской организации, помимо сведений, перечисленных выше, должно быть указано наименование медицинской организации, в которую направляется диагностический материал.
В направлениях образцов пациентов с респираторными симптомами, прибывших из стран с зарегистрированными случаями COVID-19, или относящихся к группам риска, должно быть отмечено «Cito». Эти образцы должны направляться в лабораторию и исследоваться в приоритетном порядке.
Передача образцов диагностических материалов от пациентов с подозрением на COVID-19 проводится с предоставлением направлений и оформлением Акта приема- передачи, в котором должны содержаться:
— наименование направившего на исследование образцы медицинского учреждения/отдела/подразделения;
— наименование принявшего на исследование образцы медицинского учреждения/отдела/подразделения;
— дату передачи образцов;
— фамилию, имя, отчество и подпись передавшего образцы сотрудника;
— фамилию имя, отчество и подпись принявшего образцы сотрудника;
— перечень передаваемых образцов (с обозначением образцов, направленных на исследование «Cito») и их количество.
Акт оформляется в двух экземплярах, один для направившей организации, другой для принявшей образцы организации.
Сроки выполнения исследования
Время представления заключения по результатам исследования при получении отрицательных, сомнительных или положительных результатов не должно превышать 48 часов с момента поступления образца биологического материала в лабораторию, за исключением случаев выбраковки образцов. При назначении исследования «Сito» результат должен быть предоставлен в течение нескольких часов, в зависимости от применяемых наборов реагентов.
Требования к помещениям и оснащению лабораторий
Лабораторные исследования для обнаружения возбудителя COVID-19, отнесенного ко II группе патогенности, должны проводиться с соблюдением санитарноэпидемиологических правил СП 1.3.3118-13 «Безопасность работы с микроорганизмами I-II групп патогенности (опасности)», а также при использовании молекулярногенетических методов (без накопления возбудителя) в лабораториях, имеющих санитарноэпидемиологическое заключение о возможности проведения работ с микроорганизмами III группы патогенности (п. 2.1.6. СП 1.3.3118-13 «Безопасность работы с микроорганизмами I-II групп патогенности (опасности)») в соответствии с требованиями СП 1.3.2518-09 (1.3.2322-08) «Безопасность работы с микроорганизмами III-IV групп патогенности (опасности) и возбудителями паразитарных болезней».
Требования к помещению и оборудованию при проведении специфической лабораторной (этиологической) диагностики COVID-19 соответствуют вышеприведенным санитарным правилам и правилам, изложенным в МУ 1.3.2569-09 «Организация работы лабораторий, использующих МАНК при работе с материалом, содержащим микроорганизмы I-IV групп патогенности». Для предотвращения перекрестной контаминации образцов амплифицированными продуктами рабочие зоны для выделения РНК и проведения МАНК с обратной транскрипцией и учета ее результатов при использовании гибридизационно-флуоресцентного метода детекции должны быть расположены в отдельных помещениях, удаленных друг от друга.
Лаборатория должна иметь оборудование, достаточное для проведения МАНК для диагностики COVID-19, с учетом применяемых методов и объема работы.
Лаборатория должна иметь СИЗ (одноразовая защитный костюм IV типа, маски, респираторы, защитные очки, одноразовые латексные (резиновые) перчатки и др.) в достаточных количествах в соответствии с СП 1.3.3118-13, включающих необходимое количество комплектов для каждой рабочей зоны, возможность смены СИЗ в течение дня, запас СИЗ, обеспечивающий бесперебойное обеспечение персонала.
Лабораторные этапы диагностики
На этапе приема, сортировки и регистрации материала лаборатория должна проводить выбраковку образцов, для которых информация в направлении не совпадает с данными на этикетке или в Акте передачи, нарушены сроки и правила транспортировки, нарушена герметичность контейнеров. Лаборатория обязана сообщить в медицинское учреждение/отделение или направившему образцы врачу о выбраковке образцов и ее причине.
Для проведения МАНК лаборатории применяют зарегистрированные в Российской Федерации как изделия медицинского назначения тест-системы/реагенты. Специалисты лаборатории должны владеть МАНК.
Дезинфекция, обращение с отходами
В лаборатории проводится периодическая обработка помещений с применением бактерицидных УФ-излучателей (Руководство Р3.5.1904-04 «Использование ультрафиолетового бактерицидного излучения для обеззараживания воздуха в помещениях») и дезинфицирующих средств, в соответствии с СП 1.3.2518-09 (1.3.232208). Обработка помещений проводится по окончанию работы.
При проведении исследований образуются отходы, относящиеся к классам А, Б, В и Г (СанПиН 2.1.7.2790-10 «Санитарно-эпидемиологические требования к обращению с медицинскими отходами»).
Все использованные одноразовые материалы и другие отходы подвергаются обработке дезинфицирующими средствами и последующей утилизации в соответствии с СанПин 2.1.7.2527-09 (2.1.7.728-99) «Правила сбора, хранения и удаления отходов лечебно-профилактических учреждений» и МУ 287-113 «Методические указания по дезинфекции, предстерилизационной очистке и стерилизации изделий медицинского назначения».
Вы можете открыть актуальную версию документа прямо сейчас.
Если вы являетесь пользователем интернет-версии системы ГАРАНТ, вы можете открыть этот документ прямо сейчас или запросить по Горячей линии в системе.
Современные методы амплификации нуклеиновых кислот ПЦР и реакция транскрипционной амплификации НАСБА в реальном вреиени – эффективные инструменты лабораторной диагностики урогенитальной хламидийной инфекции
Распространенность хламидийной инфекции
Хламидийная инфекция (ХИ) относится к наиболее распространенным инфекциям, передаваемым половым путем (ИППП). По данным Всемирной Организации Здравоохранения во всем мире ежегодно регистрируется около 90 млн. новых случаев ХИ. Согласно ежегодным отчетам CDC заболеваемость хламидийной инфекций неуклонно возрастает – за десять лет с 1996 г по 2005г. число новых случаев хламидийной инфекции на 100 тыс. населения регистрируемых в год увеличилось с 190 до 332 [1]. В Российской Федерации в 2004 г уровень заболеваемости составил 101 случай (на 100 тыс. населения) и, по-видимому, это лишь малая часть реально инфицированных лиц [2]. Наиболее часто инфекции подвержена сексуально активная часть в возрасте 17-25 лет.
Роль хламидийной инфекции в репродуктивной патологии
Клиническое и социальное значение УХИ заключается не столько в развитии острой инфекции, которая, как уже отмечалась, в большинстве случаев протекает малосимптомно, сколько развитии осложнений вызванных этой инфекцией. Длительное бессимптомное течение создает благоприятные условия для распространения инфекции с нижних отделов урогенитального тракта на органы малого таза, а также для передачи возбудителя другим половым партнерам. У мужчин наиболее частое осложнение – эпидидимит. У женщин – восходящая инфекция может приводить к развитию ВЗОМТ в форме эндометрита, сальпингита, сальпингоофорита, перигепатита, которые в свою очередь могут заканчиваться серьезными нарушениями репродуктивной функции с развитием эктопической беременности и трубного бесплодия.
Другой особенностью ХИ, как впрочем, и ряда других ИППП является отсутствие специфических клинических признаков, позволяющих поставить этиологический диагноз. Этиологическими агентами цервицита, ВЗОМТ могут быть гонококки, микоплазмы и другая патогенная и условно-патогенная флора. В последние годы отмечается высокая частота смешанных инфекций, вызванных сочетанием нескольких патогенных и/или условно-патогенным микроорганизмов. Обнаружено, что хламидийная инфекция сопровождает гонококковую инфекцию в 40% у женщин и 10-20% мужчин. В 75% ХИ сопровождается инфекцией, вызванной условно-патогенными микроорганизмами – рода Ureaplasma [8, 9].
Подытоживая вышесказанное, следует еще раз подчеркнуть, что с одной стороны далеко не каждый случай ХИ заканчивается развитием тяжелых последствий, с другой стороны прогностические маркеры развития осложненных форм заболевания на данный момент изучены крайне слабо, и, наконец, значительная часть осложнений развивается на фоне длительного бессимптомного течения. В связи с этим, общая мировая практика направлена на выявление максимального числа инфицированных лиц, прежде всего на ранних сроках инфекции, и лечение всех пациентов с установленной ХИ, а также их половых партнеров независимо от наличия и выраженности клинических проявлений. При этом этиологический диагноз урогенитальной ХИ устанавливается только при обнаружении возбудителя – C.trachomatis с помощью лабораторных методов.
Классические методы диагностики хламидийной инфекции
Метод клеточной культуры
Долгое время «золотым стандартом» диагностики ХИ являлся бактериологический метод, основанный на культивировании хламидий в эукариотических клеточных линиях. Несмотря на то, что указанный метод позволяет выделить возбудитель в чистой культуре, что является наиболее бесспорным доказательством инфекции, с точки зрения рутинного лабораторного исследования культуральный метод имеет ряд недостатков.
Поскольку хламидии – облигатные внутриклеточные паразиты, как и вирусы, то их культивирование в условиях in vitro проводят, используя эукариотические клеточные линии McCoy или HeLa. Постоянное подержание клеточной культуры в состоянии, необходимом для высокоэффективного заражения хламидиями из клинического материала, процедуры пассажей, анализа и интерпретации результатов исследования включают большое количество ручных манипуляций, требуя очень высокой квалификации персонала и большого опыта работы. Сам клинический материал необходимо хранить в условиях, обеспечивающих сохранение жизнеспособности и инфекционных свойства возбудителя. Для получения результатов исследования, особенно при низкой посевной дозе возбудителя необходимо проводить серию пассажей, а окончательный анализ культурального исследования осуществляется через 48-72 часов.
Наконец, персоналу приходится постоянно работать с высококонцентрированным инфекционным материалом, получаемым в процессе культивирования клинических изолятов, что предъявляет высокие требования к биологической безопасности лабораторий [8]. В связи с этим метод не пригоден для скрининговых исследований, к тому же, будучи методом с практически абсолютной специфичностью, как показали результаты многочисленных экспериментов диагностическая чувствительность культурального метода находится не превышает 90%
[ 10 ].
Наличие C.trachomatis-антиген-содержащих структур определяют по характерной картине свечения. Несмотря на то, что выполнение всей процедуры не требует дорогостоящего оборудования и большого количества манипуляций, анализ и интерпретация результатов требует хорошо обученного квалифицированного персонала, значительного времени для подробного и тщательного изучения каждого полученного препарата. Интерпретация результатов ПИФ в значительной степени зависит от качества получения материала, в первую очередь из цервикального канала, который в норме содержит достаточное количество слизи. Неправильно полученный материал, без достаточного количества эпителиальных клеток, с избытком слизи может снизить диагностическую чувствительность в 10 раз. [11].
В 1986 г. Коллегия Патологов Америки инициировала комплексную оценку использования метода ПИФ для диагностики хламидийной инфекции проводимой разными лабораторями США. В отчетном докладе по результатам за 1986-1992гг. указывается на значительные расхождения в выполнении процедуры фиксации, учета количества элементарных частиц, необходимых для положительного заключения о наличии инфекции, используемых в работе антител. Снижении порога значимости ниже 10 флуоресцирующих включений в поле зрения приводило к снижению специфичности теста. Авторы отчета подчеркивают, что в значительной степени результаты зависели от подготовленности, опыта и длительности работы лабораторного персонала [10].
Диагностическая чувствительность иммуноморфологических методов находится в пределах от 50-80%. Помимо описанных методов, как исторический этап в развитии лабораторной диагностики хламидийной инфекции использовались и цитоскопические методы с окраской по Романовскому-Гимзе, однако чувствительность и специфичность данных методов уступала методу ПИФ и тем более культуральному.
Более того при ранней и неосложненной инфекции контакт с центральным звеном иммунной системы долгое время остается минимальным, не позволяя добиться уровня ее сенсибилизации, необходимого для выработки достаточной для определения количества антител. В этом случае даже определение ранних антител – IgM в большинстве случаев не эффективно. К этому следует добавить то, что хламидии являются слабыми иммуногенами, а воспалительная реакция носит преимущественно местный характер.
Использование данных методов для диагностики ранней и хронической неосложненной хламидийной инфекции малоинформативно. Ценность результатов серологических исследований возрастает при изучении этиологии ВЗОМТ, трубного бесплодия, особенно когда отсутствует возможность использования прямых методов диагностики. В этом случае, высокие титры антихламидийных антител, нарастающие в динамике могут служить диагностическим маркером патологического процесса, вызванного C.trachomatis. Однако окончательное установление этиологии заболевания требует прямого доказательства наличия возбудителя в очаге.
В заключение обзора традиционных методов диагностики ХИ нельзя не обойти важнейшую тему контроля качества лабораторных исследований и преемственности результатов диагностики, выполненных в разных лабораториях. К сожалению, указанные методы, обладая значительной долей субъективности, не позволяют обеспечить стандартизацию лабораторных исследований в рамках разных лабораторий, а также проводить внешний контроль качества. Это в свою очередь затрудняет оценку получаемой информации о заболеваемости хламидийной инфекцией, объективности и правомочности поставленных диагнозов.
Очевидно, что дальнейшее развитие лабораторных инструментов диагностики ХИ призвано компенсировать эти недостатки. Таким образом, решение задачи максимально полного выявления инфицированных лиц предполагает разработку новых методов диагностики, обладающих наибольшей аналитической чувствительностью и специфичностью, объективностью оценки результатов исследования и позволяющих проводить масштабные скриниговые исследования. Проведенный анализ результатов большого количества лабораторий в США показал, что от 20% до 40% случаев хламидийной инфекции могут быть пропущены при использовании традиционных рутинных методов диагностики ХИ [12].
Молекулярно-биологические методы диагностики хламидийной инфекции
Методы гибридизационного анализа
Исторически первыми молекулярно-биологическими методами стали методы, основанные на гибридизационном анализе с использованием олигонуклеотидных зондов. В отечественной литературе данные методы упоминаются как методы ДНК-, РНК-зондов. Олигноуклеотидные зонды – короткие искусственно синтезируемые молекулы ДНК или РНК, нуклеотидная последовательность которых комплементарна специфическому участку генома микроорганизма. В случае наличия ДНК возбудителя в исследуемом образце зонд связывался с комплементарным участком, а результат такого связывания обнаруживался благодаря наличию в составе зонда радиоактивной или позже нерадиоактивной метки.
Методы амплификации нуклеиновых кислот (МАНК)
Тем самым, МАНК обладают наибольшей на сегодняшний день аналитической чувствительностью, что позволяет добиться обнаружения даже минимальных количеств микроорганизмов в исследуемом материале, и как следствие, выявить максимальное число инфицированных лиц, включая тех, у которых инфекция протекает с низкой плотностью обсемененности возбудителем. Специфичность реакции главным образом определяется олигонуклеотидными праймерами, представляющими собой, как и олигонуклеотидные зонды – короткие искусственно синтезируемые молекулы ДНК. На основе имеющийся информации о структуре генома возбудителя, праймеры разрабатываются таким образом, чтобы обеспечить их взаимодействие со строго специфическим участком генома данного вида. Таким образом достигается высокая диагностическая специфичность МАНК.
Диагностическая чувствительность данных тестов находится в пределах 85-98%, а чувствительность тестов последнего поколения вплотную приближается к 100%. Кроме того, к дополнительным преимуществам этих методов следует отнести отсутствие столь высоких, как в случае бактериологических исследований, требований к условиям хранения и транспортировки клинического материала и необходимости в сохранении жизнеспособности возбудителей; и как в случае цитологических и микроскопических методов отсутствие жестких требований к качеству исследуемого материала.
Для того, чтобы объективно понимать возможности и «подводные камни» необходимо напомнить, что ПЦР-исследование на наличие возбудителя в клиническом материале включает три технологические связанные друг с другом последовательные процедуры, которые в силу специфики технологии должны выполняться в отдельных боксированных лабораторных зонах.
Первый процедура – обработка клинического материала, целью которой является экстракция и очистка нуклеиновых кислот от других клеточных или внеклеточных компонентов. Присутствующие в клиническом материале разнообразные вещества – белки, полисахариды, соли, и др. могут подавлять (ингибировать) реакцию амплификации, тем самым, приводя к появлению ложно-отрицательных результатов.
После этого проводится третья процедура, которая заключается в идентификации продуктов амплификации и окончательном анализе результатов ПЦР-исследования. Наиболее распространенным способом детекции продуктов ПЦР в нашей стране до последнего времени оставался электрофорез в агарозном геле – метод простой, не требующий дорогостоящего оборудования, но создающий высокий риск контаминации продуктами амплификации. Процедура детекции состоит в извлечении продукта амплификации из пробирок и внесение в агарозный гель для электрофоретического анализа.
Собственно говоря, риск контаминации продуктами амплификации – основной «подводный камень» препятствовавший широкому внедрению ПЦР в рутинную лабораторную практику и вызывающий скепсис относительно достоверности результатов ПЦР-исследования. В этих условиях основным способом снижения риска контаминации ампликонами служит строгое соблюдение существующих правил организации ПЦР-лаборатории, предполагающее разделение лаборатории на зоны для проведения разных процедур ПЦР-анализа (обработки клинического материала, постановки ПЦР и проведения электрофореза) и строгое соблюдение правил поведения лабораторного персонала в соответствующих зонах.
ПЦР в реальном времени (ПЦР-РВ) – новые возможности диагностики хламидийной инфекции
Первые работы посвященные ПЦР-РВ появились в начале 90-годов прошлого века. В работе [14] возможность регистрации накопления сигнала флуоресценции флуоресцентных красителей, которые связываются с накапливаемыми в процессе реакции ампликонами, и используются при гель-электрофорезе. Однако по-настоящему использование всех возможностей метода ПЦР-РВ стало возможным с появлением технологии флуоресцентно-меченных зондов (ФМ-зондов), которые добавляются в ПЦР-смесь и при появлении специфического продукта амплификации гибридизуются с ним, вызывая увеличение уровня флуоресцентного сигнала. Для этих целей разработаны специальные приборы, совмещающие в себе амплификатор и флюориметрический детектор.
Как уже стало очевидным, ПЦР-РВ не предполагает пост-амплификационный анализ продуктов реакции и извлечение контаминационно-опасного содержимого пробирок. Следовательно, значительно снижается риск контаминации и отпадает необходимость в отдельной лабораторной зоне. Еще больше увеличивается объективность интерпретации результатов ПЦР-исследования, поскольку обработка ведется с помощью программного обеспечения прибора. Значительно, практически в два раза, сокращается общее время исследования позволяя получить результат уже через 1.5 – 2 часа после поступления клинического материала в лабораторию. За рубежом компанией Abbott Molecular Inc. разработана и выпускается автоматическая платформа для выявления C.trachomatis и N.gonorrhoeae на основе технологии ПЦР-РВ. [15].
Достоинство и преимущество метода ПЦР-РВ состоит не только в упрощении организации ПЦР-лаборатории и увеличении достоверности результатов ПЦР-анализа. Данный метод впервые позволяет проводить количественную оценку содержания ДНК микроорганизма в клинической пробе. Еще на заре первых работ посвященных методу ПЦР-РВ был сделан крайне важный вывод о прямой зависимости исходного количества амплифицируемой ДНК и началом регистрации флуоресцентного сигнала [14]. На основании чего были разработаны протоколы определения концентрации ДНК возбудителей, имеющие важное клиническое и диагностическое значение.
В литературе имеются работы, которые показали, что существует корреляция между выраженностью клинических проявлений при ХИ и концентрацией C.trachomatis в отделяемом урогениального тракта. [16]. Анализируя причины неудачи терапии некоторых пациентов с ХИ, делается предположение о возможной связи между исходной высокой плотностью колонизации хламидиями и формированием гетеротипической устойчивости хламидий к антибактериальным препаратам. Возможно, что определение исходной концентрации ДНК C.trachomatis позволит в дальнейшем прогнозировать ответ на антибактериальную терапию и выбирать наиболее оптимальную схему лечения. Кроме того, выявление низкой концентрации ДНК C.trachomatis в отделяемом урогенитального тракта позволит более объективно оценивать и объяснять несовпадающие результаты амплификационных и не-амплификационных методов диагностики ХИ.
В нашей стране уже разработаны тест-системы на основе ПЦР-РВ и налажено их серийное производство. Тест-системы производства ФГУН ЦНИИ эпидемиологии Роспотребнадзора с торговой маркой «Амплисенс» для выявления C.trachomatis и возбудителей других ИППП прошли Государственную регистрацию и получили Регистрационные удостоверения Росздравнадзора.
NASBA-Real-Time (реакция транскрипционной амплификации НАСБА в реальном времени)
В 1991г. в оптимизированном и более совершенном виде технология на основе 3SR была использована для диагностики ВИЧ под названием NASBA (Nucleic Acid Sequence-Based Amplification). В настоящее время NASBA является запатентованным названием технологии, на базе которой выпускаются коммерческие наборы реагентов с торговой маркой «NucliSens» (bioMerieux, Франция). Близким аналогом реакции НАСБА является упомянутая выше реакция транскрипционной амплификации ТМА, запатентованная компанией GenProbe (США).
Во-вторых, РНК гораздо менее стабильный по сравнению с ДНК материал и результаты диагностики на основе НАСБА могут более адекватно отражать эффективность проводимой антибактериальной терапии. Поскольку ДНК C.trachomatis благодаря своей стабильности может достаточно долго выделяться из урогенитального тракта после успешно проведенной терапии, то контроль излеченности рекомендовано проводить через 3-4 недели после окончания лечения. В то же время РНК достаточно быстро деградирует при гибели и разрушении клетки, поэтому на основании РНК-диагностики можно более точно судить о наличии или отсутствии жизнеспособных возбудителей и текущей инфекции. Первые результаты по возможности использования реакции НАСБА как инструмента контроля эффективности лечения были описаны в работе [17]. Было показано, что РНК C.trachomatis не определялась ни у одного больного через неделю после окончания терапии, в то время как ДНК обнаруживалась у некоторых больных на протяжении еще 2-, 3-х недель. Проведенные в нашей стране исследования также показали, при эффективном лечении элиминация РНК C.trachomais осуществляется значительно быстрее, чем ДНК. В результате реакция НАСБА позволяет не только добиться высокой чувствительности при обнаружении C.trachomatis, но при этом обнаруживать жизнеспособные микроорганизмы.
Разработка коммерческих тест-систем на основе реакции НАСБА стала возможной после появления технологии ФМ-зондов. В отличие от метода ПЦР для анализа продуктов реакции НАСБА использование метода гель-электрофоореза малоинформативно, поэтому в нашей стране данная методика долгое время оставалась неизвестной. Благодаря технологии ФМ-зондов стало возможным регистрировать накопление продуктов амплификации в режиме реального времени, по аналогии с ПЦР-РВ[…]. В результате с использование базовых реагентов для реакции НАСБА («Nuclisens Basic Kit») и специфических для C.trachomatis праймеров и ФМ-зондов была разработана тест-система «Амплисенс Chlamydia trachomatis-РИБОТЕСТ», успешно пройдя Государственные испытания получила Регистрационное свидетельство Росздравнадзора.
В заключении следует отметить, что в нашей стране сложилась благоприятная ситуация, позволяющая благодаря новым технологиям, таким как ПЦР в реальном времени и НАСБА поставить диагностику хламидийной инфекции на качественно более высокий уровень. Создана производственно-технлогическая база для выпуска стандартизованных и зарегистрированных коммерческих тест-систем, парк необходимого оборудования и разработанных лабораторных технологий диагностики. Широко внедрение данных технологий в масштабе всей страны позволит наладить программу раннего выявления ХИ, обеспечить мониторинг результатов проводимого лечения, и тем, самым снизить последствия этого тяжелого заболевания.